Присоединение атомов тяжелых металлов к структурным компонентам объекта называется позитивным окрашиванием, так как при этом красится сам объект. Однако если биологический объект погружен в электроноплотное вещество, которое не окрашивает его, а создает вокруг него темный фон, то говорят о негативном окрашивании, или негативном контрастировании. Плотное вещество может также проникать в промежутки между структурными компонентами объекта или ложиться на его наружную поверхность, способствуя таким образом, контрастному выявлению деталей его поверхности. Этот метод был разработан Бреннером и Хорне в 1959г.
Особо широкое распространение для окрашивания по методу негативного контрастирования получил фосфорновольфрамовый натрий. Суспензия исследуемого материала готовится обычно в 1%-ном растворе фосфорновольфрамового натрия, затем суспензия из пульверизатора, либо с помощью микропипетки наносится на поверхность сетки, покрытой коллодием или формваром. Сетки высыхают почти мгновенно, и образуется тонкая пленка красителя, заключающая в себе объект.
Разрешение при негативном окрашивании выше, чем разрешение, получаемое на ультратонких срезах. Предел его составляет около 12 Å и определяется размером частиц высушенного красителя.
III. Метод культуры клеток.
Культура клеток — метод длительного сохранения в живом состоянии клеток, тканей. Первые успешные опыты по культуре ткани осуществил в 1907 американский учёный Р. Гаррисон, поместив в каплю лимфы кусочек зачатка нервной системы зародыша лягушки. Клетки зачатка оставались живыми несколько недель, из них вырастали нервные волокна. Первая культура фибробластов была получена в 1943г. – это L-клетки. Из карциномы шейки матки в 1953г. была получена культура Hela.
Контрастирование корпускулярных объектов.
Корпускулярными
можно назвать частички вирусов, фагов,
выделенные клеточные компоненты
(рибосомы, мембраны, вакуоли и т.д.),
макромолекулы. Одним из широко
распространённых методов контрастирования
биологических объектов является
оттенение
металлами. В
этих случаях в специальных вакуумных
установках производится термическое
испарение металла. При этом атомы металла
разлетаются от места испарения по прямым
траекториям. Встречаясь с объектом, они
осаждаются на нём в виде слоя; его толщина
будет больше в местах, перпендикулярных
направлению полёта частиц металла. В
участках, где объект экранирует пучок
частиц, возникнут «тени». Таким образом,
напылённая часть объекта обладает
большей плотностью, чем напылённая
подложка (фон), и поэтому объект будет
виден. Этот метод широко применяется
не только для контрастирования вирусов,
рибосом, но и для достаточно тонких
молекул нуклеиновых кислот. Минус этого
метода в том, что он приводит к увеличению
размеров объекта на толщину напылённого
слоя, который в лучшем случае достигает
10-15Ǻ. Другим недостатком метода является
то, что он даёт информацию только о
внешнем виде и объёме частиц. Для
контрастирования оттенением используется
платина, палладий, их сплавы, уран.
При
негативном
контрастировании
объектов растворами солей тяжёлых
металлов применяют молибденовокислый
аммоний, уранилацетат, фосфорно-вольфрамовую
кислоту (ФВК)
(рис.4).
Рис.4
Схема контрастирования (а)
напылением металла и при негативном
контрастировании частиц (б).
Стрелка указывает направление потока
распыляемых частиц.
Если
водные растворы таких веществ смешать
с биологическими объектами, а затем
нанести их на плёнки-подложки и высушить,
то объекты (например, вирусы или белковые
комплексы) окажутся как бы погружёнными
в тонкий слой аморфного вещества высокой
плотности. В электронном микроскопе
они выглядят как светлые объекты на
тёмном фоне (как фотонегатив). Преимущества
метода в том, что растворённые соли
могут поникать в глубь объекта и выявлять
дополнительные его детали. Негативное
контрастирование широко применяется
при изучении вирусов, ферментных
комплексов мембран. Нитчатые молекулы
нуклеиновых кислот этим методом
выявляются плохо из-за их малой толщины.
Соли
тяжёлых металлов можно использовать
при так называемом позитивном
контрастировании. В этом случае
контрастирующее вещество связывается
со структурой, повышает её электронную
плотность. Часто для позитивного
контрастирования нуклеиновых кислот
используют растворы уранилацетата в
спирте или в ацетоне. Уранилацетат,
контрастируя нуклеиновые кислоты,
хорошо прокрашивает центральные полости
сферических вирусов, значительно
повышает контраст рибосом и позволяет
видеть тонкие нити выделенных нуклеиновых
кислот.
Ультрамикротомия
При изучении
объектов в электронном микроскопе
возникает еще одно осложнение – это их
толщина. Дело в том, что при прохождении
пучка электронов через объект часть
электронов поглощается, что приводит
к нагреванию объекта и к его деформации.
Поэтому необходимо иметь тонкие объекты
(не выше 0,1 мкм). Другое ограничение
заключается в том, что даже если мы будем
рассматривать неизменяющиеся объекты
большой толщины (около 0,5-1 мкм), что в
принципе возможно (например, в мегавольтном
электронном микроскопе, см. ниже), то на
конечном изображении будут наслаиваться
проекции структур, располагающихся на
разных уровнях по толщине объекта. Тем
самым изучать в трансмиссионных
микроскопах внутреннее строение целых
клеток плохо и неудобно. Выход из этого
положения аналогичен тому, что было
найдено для световой микроскопии, —
делать срезы очень малой толщины,
ультратонкие срезы (0,05-0,10 мкм).
Процедура
их изготовления в принципе сходна стой,
что используется в световой микроскопии.
Клетки и ткани для этого сначала
фиксируют. В качестве фиксаторов
используются буферные растворы
глутарового альдегида или четырехокиси
осмия. Наиболее часто применяется
двойная фиксация: сначала глутаровый
альдегид, а затем осмий, который как
тяжелый металл контрастирует клеточные
структуры. Затем, после обезвоживания,
ткани пропитываются эпоксидными смолами
или другими пластиками в жидкой,
мономерной форме. При полимеризации
таких пластмасс пропитанный ими объект
оказывается заключенным в твердые
блоки, которые уже можно резать на тонкие
срезы. Здесь возникают две проблемы:
где взять идеальные ножи, изъяны которых
не сказывались бы при изучении клеток
на почти молекулярных уровнях, и как
изготовить срезы толщиной в сотые доли
микрона. Первая задача была решена таким
образом: оказалось, что идеально острой
и без зазубрин режущей поверхностью
обладают сколы стекла (рис.
11). Но стеклянные ножи очень недолговечны,
их используют только один раз. Применяют
алмазные ножи: это специальным образом
заточенные мелкие алмазы, они служат в
течение нескольких лет.
Проблема изготовления
сверхтонкого среза была решена тоже,
казалось бы, просто – это термическая
подача объекта. Блок с заключенным в
пластмассу объектом крепится на
металлическом стержне, который нагревается
и тем самым продвигает объект вперед
на определенную величину за известное
время. И если эту термическую подачу
согласовать с ритмическими циклами
резания, то можно получить серии срезов
заданной толщины. Это достигается при
использовании специальных приборов –
ультрамикротомов. Существуют конструкции
ультрамикротомов, где подача объекта
осуществляется механически.
Площадь
получаемых ультратонких срезов обычно
очень мала (0,1-1 мм2),
поэтому все операции при ультрамикротомировании
идут под микроскопическим контролем.
Срезы, смонтированные на сетках с
подложкой, необходимо дополнительно
контрастировать – «окрашивать» с
помощью солей тяжелых металлов. В этом
случае используют также соли свинца и
урана, которые связываясь с внутриклеточными
структурами на срезе, позитивно их
контрастируют.
Техника изготовления
ультратонких срезов открыла огромные
возможности для применения электронной
микроскопии буквально во всех областях
биологии и медицины
Этот метод позволяет
применять цитохимические приемы на
уровне электронной микроскопии: в данном
случае необходимо, чтобы продукты
реакции были электронноплотными,
отклоняли бы электроны. Кроме того,
реакции не должны приводить к появлению
артефактных картин уже на ультраструктурном
уровне. Число цитохимических методов
в электронной микроскопии пока не
велико, но это направление интенсивно
разрабатывается.
В электронно-микроскопических
исследованиях оказалось возможным
применить методы радиоавтографии. В
этом случае используются сверхтонкозернистые
эмульсии (величина гранул около 0,02-0,06
мкм). Недостатком этого метода является
очень большое время экспозиции, в
некоторых случаях достигающие нескольких
месяцев.
Все
большее применение получают методы
приготовления ультратонких срезов без
фиксации и заливки клеток в твердые
пластмассы. Это методы криоультрамикротомии,
т.е. получение срезов с замороженных
тканей, моментально охлажденных до
температуры жидкого азота (-196оС).
При этом происходит практически
одномоментное торможение всех
метаболических процессов, а вода из
жидкой фазы переходит в твердую, но не
кристаллическую, ее молекулярная
структура беспорядочна (стекловидное
состояние). Такие твердые блоки при
температуре жидкого азота можно резать
на ультратонкие срезы (нож при этом
также охлажден). Полученные срезы
используют для выявления в них активности
ферментов, для проведения на них
иммунохимических реакций, для
ферментативного переваривания и т.п.
Для проведения
иммунохимических исследований используют
антитела, связанные с частицами
коллоидного золота, локализация которого
на препаратах и указывает на места
расположения искомого антигена.
Изучение срезов,
полученных на криоультратомах, показало,
что общая структура и композиция
клеточных компонентов в данном случае
мало отличаются от того, что видно при
использовании химической фиксации и
обычных приемов получения ультратонких
срезов. Следовательно, те структуры,
которые имеют одинаковую композицию
при разных методах обработки материала,
по-видимому, близки к своему прижизненному
строению, не являются артефактными.
В пользу этого
говорят данные по исследованию клеток
с помощью иных приемов электронной
микроскопии.
Для
изучения структуры различных мембранных
компонентов клетки используется метод
замораживания–скалывания.
Он заключается в том, что объект сначала
быстро замораживают жидким азотом, а
затем при той же температуре переносят
в специальную вакуумную установку. Там
замороженный объект механическим
способом скалывается охлажденным ножом.
При этом обнажаются внутренние зоны
замороженных клеток В вакууме часть
воды, перешедшей в стекловидную форму,
возгоняется («травление»), а поверхность
скола последовательно покрывается
тонким слоем испаренного углерода, а
затем металла. Таким образом с замороженного
и сохраняющего прижизненную структуру
материала получают реплику с его скола
(рис.
12). Затем уже в условиях комнатной
температуры ткань или клетки растворяют
в кислотах, но пленка-реплика при этом
остается цела, ее изучают в электронном
микроскопе. Этот метод имеет два
преимущества: изучают реплики со сколов
нативных образцов; исследуют рельеф
поверхности мембран клетки, что
недостижимо другими методами. Оказалось,
что и в этом случае общая организация
клетки и ее компонентов сходна с тем,
что мы видим при химической фиксации
или при криотомии. Этот метод позволил
увидеть, что как на поверхности, так и
в толщине клеточных мембран располагаются
глобулы интегральных белков, что мембраны
не однородны по своей структуре.
Метод получения
реплик с микрорельефа образца широко
применяется при изучении фибриллярных
компонентов клетки. Так при изучении
цитоскелета клеток культуры ткани или
форменных элементов крови клетки
обрабатывают детергентами для того,
чтобы растворить все мембраны. Это
приводит к тому, что из клетки вымываются
все компоненты, кроме фибриллярных
белковых компонентов цитоскелета и
материалы ядра. Такие препараты затем
фиксируются, обезвоживаются и специальным
образом сушатся. Вслед за этим сухие
препараты напыляются углеродом и
контрастируются распылением тяжелых
металлов, после чего такая реплика
снимается со стекла, на котором росли
клетки, и просматривается в трансмиссионном
электронном микроскопе.
Другие специальные
методы электронной микроскопии
биологических объектов
В
последнее время начинают применять
методы
высоковольтной
(вернее, сверхвысоковольтной) микроскопии.
Сконструированы приборы с ускоряющим
напряжением 1-3 млн.
вольт.
Это очень дорогие приборы, что сдерживает
их широкое применение. Преимущество
этого класса электронных микроскопов
не в том, что на них можно получить более
высокое разрешение (при более короткой
длине волны электронов), а в том, что при
высокой энергии электронов, которые
меньше поглощаются объектом, можно
просматривать образцы большой толщины
(1-10 мкм). Дополнительное использование
стереоскопической съемки позволяет
получить информацию о трехмерной
организации внутриклеточных структур
с высоким их разрешением (около 0,5 нм).
Метод
сканирующей (растровой) электронной
микроскопии
позволяет изучать
трехмерную картину поверхности клетки.
При сканирующей электронной микроскопии
тонкий пучок электронов (зонд) пробегает
по поверхности объекта и полученная
информация передается на электронно-лучевую
трубку. Изображение может быть получено
в отраженных или вторичных электронах.
При этом методе фиксированный и
специальным образом высушенный объект
покрывается тонким слоем испаренного
металла (чаще всего золота), отражаясь
от которого электроны попадают в приемное
устройство, передающее сигнал на
электронно-лучевую трубку. Благодаря
огромной глубине фокуса сканирующего
микроскопа, которая значительно больше,
чем у просвечивающего, получается почти
трехмерное изображение исследуемой
поверхности. Разрешающая способность
этого типа приборов несколько ниже, чем
у просвечивающих электронных микроскопов,
но уже сейчас выпускаются приборы с
разрешением 3-5 нм (рис.
13).
С помощью растровой
электронной микроскопии можно получить
информацию о химическом составе в тех
или иных участках клеток. Так, метод
рентгеноспектрального микроанализа
основан на идентификации и количественной
оценке содержания химических элементов
по спектрам характеристического
рентгеновского излучения, возникающего
при взаимодействии первичных электронов
с атомами объекта. Для получения такой
информации, конечно, объекты не следует
покрывать слоем металла, как при обычном
методе сканирующей электронной
микроскопии. Более того, объект нужно
подготовить так, чтобы не было потери
или дополнительного внесения элементов.
Для этого используют быстро замороженные
и высушенные в вакууме объекты.
Процедура их
изготовления в принципе сходна стой,
что используется в световой микроскопии.
Клетки и ткани для этого сначала
фиксируют. В качестве фиксаторов
используются буферные растворы
глутарового альдегида или четырехокиси
осмия. Наиболее часто применяется
двойная фиксация: сначала глутаровый
альдегид, а затем осмий, который как
тяжелый металл контрастирует клеточные
структуры. Затем, после обезвоживания,
ткани пропитываются эпоксидными смолами
или другими пластиками в жидкой,
мономерной форме. При полимеризации
таких пластмасс пропитанный ими объект
оказывается заключенным в твердые
блоки, которые уже можно резать на тонкие
срезы. Здесь возникают две проблемы:
где взять идеальные ножи, изъяны которых
не сказывались бы при изучении клеток
на почти молекулярных уровнях, и как
изготовить срезы толщиной в сотые доли
микрона. Первая задача была решена таким
образом: оказалось, что идеально острой
и без зазубрин режущей поверхностью
обладают сколы стекла (рис. 11). Но
стеклянные ножи очень недолговечны, их
используют только один раз. Применяют
алмазные ножи: это специальным образом
заточенные мелкие алмазы, они служат в
течение нескольких лет.
Для
изучения структуры различных мембранных
компонентов клетки используется метод
замораживания–скалывания.
Он заключается в том, что объект сначала
быстро замораживают жидким азотом, а
затем при той же температуре переносят
в специальную вакуумную установку. Там
замороженный объект механическим
способом скалывается охлажденным ножом.
При этом обнажаются внутренние зоны
замороженных клеток В вакууме часть
воды, перешедшей в стекловидную форму,
возгоняется («травление»), а поверхность
скола последовательно покрывается
тонким слоем испаренного углерода, а
затем металла. Таким образом с замороженного
и сохраняющего прижизненную структуру
материала получают реплику с его скола
(рис. 12). Затем уже в условиях комнатной
температуры ткань или клетки растворяют
в кислотах, но пленка-реплика при этом
остается цела, ее изучают в электронном
микроскопе. Этот метод имеет два
преимущества: изучают реплики со сколов
нативных образцов; исследуют рельеф
поверхности мембран клетки, что
недостижимо другими методами. Оказалось,
что и в этом случае общая организация
клетки и ее компонентов сходна с тем,
что мы видим при химической фиксации
или при криотомии. Этот метод позволил
увидеть, что как на поверхности, так и
в толщине клеточных мембран располагаются
глобулы интегральных белков, что мембраны
не однородны по своей структуре.
В
последнее время начинают применять
методы
высоковольтной
(вернее, сверхвысоковольтной) микроскопии.
Сконструированы приборы с ускоряющим
напряжением 1-3 млн. вольт. Это очень
дорогие приборы, что сдерживает их
широкое применение. Преимущество этого
класса электронных микроскопов не в
том, что на них можно получить более
высокое разрешение (при более короткой
длине волны электронов), а в том, что при
высокой энергии электронов, которые
меньше поглощаются объектом, можно
просматривать образцы большой толщины
(1-10 мкм). Дополнительное использование
стереоскопической съемки позволяет
получить информацию о трехмерной
организации внутриклеточных структур
с высоким их разрешением (около 0,5 нм).
Метод
сканирующей (растровой) электронной
микроскопии
позволяет изучать трехмерную картину
поверхности клетки. При сканирующей
электронной микроскопии тонкий пучок
электронов (зонд) пробегает по поверхности
объекта и полученная информация
передается на электронно-лучевую трубку.
Изображение может быть получено в
отраженных или вторичных электронах.
При этом методе фиксированный и
специальным образом высушенный объект
покрывается тонким слоем испаренного
металла (чаще всего золота), отражаясь
от которого электроны попадают в приемное
устройство, передающее сигнал на
электронно-лучевую трубку. Благодаря
огромной глубине фокуса сканирующего
микроскопа, которая значительно больше,
чем у просвечивающего, получается почти
трехмерное изображение исследуемой
поверхности. Разрешающая способность
этого типа приборов несколько ниже, чем
у просвечивающих электронных микроскопов,
но уже сейчас выпускаются приборы с
разрешением 3-5 нм (рис. 13).
Корпускулярными
объектами можно назвать частички
вирусов, фагов, выделенные клеточные
компоненты (рибосомы, мембраны, вакуоли
и т.д.), макромолекулы.
Одним
из широко распространенных методов
контрастирования биологических объектов
является оттенение
металлами.
В этом случае в специальных вакуумных
установках производится термическое
испарение металла. При этом атомы металла
разлетаются от места испарения по прямым
траекториям. Встречаясь с объектом, они
осаждаются на нем в виде слоя; его толщина
будет больше в местах, перпендикулярных
направлению полета частиц металла. В
участках, где объект экранирует пучок
частиц, возникнут «тени». Таким образом
, напыленная часть объекта обладает
большей плотностью, чем напыленная
подложка (фон), и поэтому объект будет
виден. Этот метод широко применяется
не только для контрастирования вирусов,
рибосом, но и для достаточно тонких
молекул нуклеиновых кислот. Минус этого
метода в том, что он приводит к увеличению
размеров объекта на толщину напыленного
слоя, который в лучшем случае достигает
10-15 А. Другой недостаток его в том, что
он дает информацию только о внешнем
виде и объеме частиц. Для контрастирования
оттенением используется платина,
палладий, их сплавы, уран.
При
негативном
контрастировании
объектов растворами солей тяжелых
металлов применяют молибденовокислый
аммоний, уранилацетат, фосфорно-вольфрамовую
кислоту (ФВК) (рис.
10). Если водные растворы таких веществ
смешать с биологическими объектами, а
затем их нанести на пленки-подложки и
высушить, то объекты (например, вирусы
или белковые комплексы) окажутся как
бы погруженными в тонкий слой аморфного
вещества высокой плотности. В электронном
микроскопе они выглядят как светлые
объекты на темном фоне (как фотонегатив).
Преимущества метода в том, что растворенные
соли могут проникать в глубь объекта
и выявлять дополнительные его детали.
Негативное контрастирование широко
применяется при изучении вирусов,
ферментных комплексов мембран. Нитчатые
молекулы нуклеиновых кислот этим методом
выявляются плохо из-за их малой толщины.
Соли тяжелых
металлов можно использовать при так
называемом позитивном контрастировании.
В этом случае контрастирующее вещество
связывается со структурой, повышает ее
электронную плотность. Часто для
позитивного контрастирования нуклеиновых
кислот используют растворы уранилацетата
в спирте или в ацетоне. Уранилацетат,
контрастируя нуклеиновые кислоты,
хорошо прокрашивает центральные полости
сферических вирусов, значительно
повышает контраст рибосом и позволяет
видеть тонкие нити выделенных нуклеиновых
кислот.
При
негативном
контрастировании
объектов растворами солей тяжелых
металлов применяют молибденовокислый
аммоний, уранилацетат, фосфорно-вольфрамовую
кислоту (ФВК) (рис. 10). Если водные растворы
таких веществ смешать с биологическими
объектами, а затем их нанести на
пленки-подложки и высушить, то объекты
(например, вирусы или белковые комплексы)
окажутся как бы погруженными в тонкий
слой аморфного вещества высокой
плотности. В электронном микроскопе
они выглядят как светлые объекты на
темном фоне (как фотонегатив). Преимущества
метода в том, что растворенные соли
могут проникать в глубь объекта и
выявлять дополнительные его детали.
Негативное контрастирование широко
применяется при изучении вирусов,
ферментных комплексов мембран. Нитчатые
молекулы нуклеиновых кислот этим методом
выявляются плохо из-за их малой толщины.
Ультрамикротомия.
При
изучении объектов в электронном
микроскопе возникает ещё одно осложнение-
это их толщина. Дело в том, что при
прохождении пучка электронов через
объект часть электронов поглощается,
что приводит к нагреванию объекта и его
деформации. Поэтому необходимо иметь
тонкие объекты (толщина не более 0,1мкм).
Другое ограничении заключается в том,
что даже если мы будем рассматривать
не изменяющиеся объекты большой толщины
(около 0,5-1 мкм), что в принципе возможно
(например, в мегавольтном электронном
микроскопе), то на конечном изображении
будут наслаиваться проекции структур,
располагающихся на разных уровнях по
толщине объекта. Следовательно, изучать
в трансмиссионных микроскопах внутреннее
строение целых клеток плохо и неудобно.
Выход из этого положения аналогичен
тому, что было найдено для световой
микроскопии: делать срезы очень малой
толщины, т.е. ультратонкие срезы (0,05-0,10
мкм).
роцедура
их изготовления в принципе сходна с
той, что используется в световой
микроскопии. Клетки в ткани для этого
сначала фиксируют. В качестве фиксаторов
используются буферные растворы
глутарового альдегида или четырехокиси
осмия. Наиболее часто применяется
двойная фиксация: сначала глутаровой
альдегид, а затем осмий, который как
тяжёлый металл контрастирует клеточные
структуры. После обезвоживания ткани
пропитываются эпоксидными смолами или
другими пластинками в жидкой, мономерной
форме. При полимеризации таких пластмасс
пропитанный ими объект оказывается
заключённым в твёрдые блоки, которые
уже можно резать на тонкие срезы. Здесь
возникают две проблемы: где взять
идеальные ножи, изъяны которых не
сказывались бы при изучении клеток на
почти молекулярных уровнях, и как
изготовить срезы толщиной в сотые доли
микрона. Первая задача была решена таким
образом: оказалось, что идеально острой
и без зарубин режущей поверхностью
обладают сколы стекла (рис 5). Но стеклянные
ножи очень недолговечны, их используют
только один раз. Применяют алмазные
ножи: это специальным образом заточенные
мелкие алмазы, они служат в течение
нескольких лет.
Рис.
5. Стеклянный нож для ультрамикротомии
1
– на стекле делается насечка;
2
– после разлома образуется режущая
кромка (показано стрелкой)
3
– процесс резки материала: образующиеся
срезы (а) попадают на поверхность жидкости
над режущим ножом (б)
Проблема
изготовления сверхтонкого среза была
решена тоже, казалось бы, просто — это
термическая подача объекта. Блок с
заключённым в пластмассу объектом
крепиться на металлическом стержне,
который нагревается и тем самым продвигает
объект вперёд на определённую величину
за известное время. И если эту термическую
подачу согласовать с ритмическими
циклами резания, то можно получить серии
срезов заданной толщины. Это достигается
при использовании специальных
приборов-ультрамикротомов. Существуют
конструкции ультрамикротомов, где
подача объекта осуществляется механически.
Площадь
получаемых ультратонких срезов обычно
очень мала (0,1-1мм2)
поэтому все операции при ультрамикротомировании
идут под микроскопическим контролем.
Срезы, смонтированные на сетках с
подложкой, необходимо дополнительно
контрастировать-«окрашивать»
с помощью солей тяжёлых металлов. В этом
случае используют также соли свинца и
урана, которые, связываясь с внутриклеточными
структурами на срезе, позитивно их
контрастируют.
Техника
изготовления ультратонких срезов
открыла огромные возможности для
применения электронной микроскопии
буквально во всех областях биологии и
медицины.
Этот
метод позволяет применять цитохимические
приёмы на уровне электронной микроскопии:
в денном случае необходимо, чтобы
продукты реакции были электронноплотными,
отклоняли бы электроны. Кроме того,
реакции не должны приводить к появлению
артефактных картин уже на ультраструктиурном
уровне. Число цитохимических методов
в электронной микроскопии пока не
велико, но это направление интенсивно
разрабатывается.
В
электронно-микроскопических исследованиях
оказалось возможным применить методы
радиоавтографии. В этом случае используются
сверхтонкозернистые эмульсии (величина
гранул около 0,02-0,06 мкм). Недостатком
этого метода является очень большое
время экспозиции, в некоторых случаях
достигающее нескольких месяцев.
Всё
большее применение получают методы
приготовления ультратонких срезов без
фиксации и заливки клеток в твёрдые
пластмассы. Это методы криоультрамикротомии,
т.е. получение срезов с замороженных
тканей, моментально охлаждённых до
температуры жидкого азота (-196 ºС).
При этом происходит практически
одновременное торможение всех
метаболических процессов, а вода из
жидкой фазы переходит в твёрдую, но не
кристаллическую, ёё молекулярная
структура беспорядочна (стекловидное
состояние). Такие твёрдые блоки при
температуре жидкого азота можно резать
на ультратонкие срезы (нож при этом
также охлаждён). Полученные срезы
используют для выявления в них активности
ферментов, для проведения на них
иммунохимических реакций, для
ферментативного переваривания и т.п.
Для
проведения иммунохимических исследований
используют антитела, связанные с
частицами коллоидного золота, локализация
которого на препаратах и указывает на
места расположения искомого антигена.
Изучение
срезов, полеченных на криоультратомах,
показало, что общая структура и композиция
клеточных компонентов в данном случае
мало отличаются от того, что видно при
использовании химической фиксации и
обычных приёмов получения ультратонких
срезов. Следовательно, те структуры,
которые имеют одинаковую композицию
при разных методах обработки материала,
по-видимому, близки к своему прижизненному
строению, не являются артефактными.
В
пользу этого говорят данные по исследованию
клеток с помощью иных приёмов электронной
микроскопии.
Для
изучения структуры различных мембранных
компонентов клетки используется метод
замораживания-скалывания. Он
заключается в том, что объект сначала
быстро замораживают жидким азотом, а
затем при той же температуре переносят
в специальную вакуумную установку. Там
замороженный объект механическим
способом скалывается охлаждённым ножом.
При этом обнажаются внутренние зоны
замороженных клеток. В вакууме часть
воды, перешедшей в стекловидную форму,
возгоняет («травление»),
а поверхность скола последовательно
покрывается тонким слоем испарённого
углерода, а затем металла. Таким образом,
с замороженного и сохраняющего
прижизненную структуру материала
получают реплику с его скола (рис.6).
ис.
6 Схема метода замораживания-скалывания
а
– скалывание замороженного объекта;
б
– напыление слоя металла и углерода на
поверхность скола;
в
– растворение объекта и получение
реплики с поверхности скола объекта
Затем
уже в условиях комнатной температуры
ткань или клетки растворяют в кислотах,
но плёнка-реплика при этом остаётся
цела, ёё изучают в электронном микроскопе.
Этот метод имеет два преимущества:
изучают реплики со сколов нативных
образцов; исследуют рельеф поверхности
мембран клетки, что невозможно при
других методах. Оказалось, что и в этом
случае общая организация клетки и его
компонентов сходна с тем, что мы видим
при химической фиксации или при криотомии.
Этот метод позволил увидеть, что и на
поверхности, и толщине клеточных мембран
располагаются глобулы интегральных
белков, а мембраны не однородны по своей
структуре.
Метод
получения реплик с микрорельефа образца
широко применяется при изучении
фибриллярных компонентов клетки. Так,
при изучении цитоскелета клеток культуры
ткани или форменных элементов крови
клетки обрабатывают детергентами для
того, чтобы растворить все мембраны.
Это приводит к тому, что из клетки
вымываются все компоненты, кроме
фибриллярных белковых компонентов
цитоскелета и матрикса ядра. Такие
препараты затем фиксируются, обезвоживаются
и специальным образом сушатся. Вслед
за этим сухие препараты напыляются
углеродом и контрастируются распылением
тяжёлых металлов, после чего такая
реплика снимается со стекла, на котором
росли клетки, и просматривается в
трансмиссионном электронном микроскопе.
Другие
специальные методы электронной
микроскопии
В
последнее время начинают применять
методы
высоковольтной
(вернее, сверхвысоковольтной) микроскопии.
Сконструированы приборы с ускоряющим
напряжением 1-3-млн В. Это очень дорогие
приборы, что сдерживает их широкое
применение. Преимущество этого класса
электронных микроскопов не в том, что
на них можно получить более высокое
разрешение (при более короткой длине
волны электронов), а в том, что при высокой
энергии электронов, которые меньше
поглощаются объектом, можно просматривать
образцы большой толщиной (1-10 мкм).
Дополнительное использование
стереоскопической съёмки позволяет
получить информацию о трёхмерной
организации внутриклеточных структур
с высоким их разрешением (около 0,5 нм).
Метод
сканирующей (растровой) электронной
микроскопии позволяет
изучить трёхмерную картину поверхности
клетки. При сканирующей электронной
микроскопии тонкий пучок электронов
(зонд) пробегает по поверхности объекта
и полученная информация передаётся на
электронно-лучевую трубку. Изображение
может быть получено в отражённых или
вторичных электронах. При этом методе
фиксированный и специальным образом
высушенный объект покрывается тонким
слоем испарённого металла (чаще всего
золота), отражаясь от которого электроны
попадают в приёмное устройство, передающее
сигнал на электронно-лучевую трубку.
Благодаря огромной глубине фокуса
сканирующего микроскопа, которая
значительно больше, чем у просвечивающего,
получается почти трёхмерное изображение
исследуемой поверхности. Разрешающая
способность этого типа приборов несколько
ниже, чем у просвечивающих электронных
микроскопов, но уже сейчас выпускаются
приборы с разрешением 3-5 нм .
С
помощью растровой электронной микроскопии
можно получить информацию о химическом
составе в тех или иных участках клеток.
Так, метод рентгеноспектрального
микроанализа основан на идентификации
и количественной оценке содержания
химических элементов по спектрам
характеристического рентгеновского
излучения, возникающего при взаимодействии
первичных электронов с атомами объекта.
Для получения такой информации объекты
не следует покрывать слоем металла, как
при обычном методе сканирующей электронной
микроскопии. Более того, объект нужно
подготовить так, чтобы не было потери
или дополнительного внесения элементов.
Для этого используют быстро замороженные
и высушенные в вакууме объекты.
